首先，研究人员对体内B细胞进行了改造，使用了两种腺相关病毒载体（AAV-DJ vectors），一种编码金黄色葡萄球菌Cas9 (saCas9)，另一种编码3BNC117，一种抗HIV bNAb。在第一组实验中，saCas9由CMV启动子表达，单向导RNA靶向saCas9至免疫球蛋白重基因座（IgH）。反过来，bNAb在IgH增强子依赖性启动子的控制下被编码为双顺反子盒，并在IgH基因座的 J-C内含子内与所需的saCas9切割位点同源臂两侧。bNAb盒包括完整的轻链和重链的可变区段(VH)。剪接供体序列跟随VH基因片段，以使其与恒定IgH外显子融合，整合到基因座中并随后进行转录和剪接。这种设计有助于破坏内源性IgH 基因座和作为膜BCR的初始 bNAb 表达，随后在抗原结合上激活工程化B细胞，从而导致分化为记忆细胞和浆细胞。

       之后，将工程化B细胞载体静脉注射到小鼠体内，即对小鼠进行免疫，检测体内的抗HIV中和抗体的滴度，发现体内工程化B细胞为高anti-HIV中和抗体滴度。此外，观察到体内工程化B细胞在生发中心——脾脏，进行克隆扩增。提示工程化B细胞良好的增殖能力。

       为了评估体内工程方法可能的脱靶效应，首先在各种组织中，量化了中和抗体基因的拷贝数。在第37天，在肝脏中发现中和抗体基因具有高拷贝数，并且在第136天水平仅降低了10倍。从第37天到第136天，骨髓中的AAV拷贝数显著增加，并且在淋巴结中也检测到了不显著的相似趋势，表明这些组织中可能积累了3BNC117表达细胞。然后，研究者使用来自治疗小鼠和阴性对照小鼠的肝脏和脾脏的gDNA，对四个潜在的脱靶位点、以及在靶位点进行了靶向测序。相对于来自未经治疗小鼠脾脏的对照DNA突变率较高的趋势，表明在肝脏而不是脾脏中，CRISPR-Cas9诱导的双链DNA断裂修复容易出错，而且只在IgH上的靶点，而不是在任何其他检测的脱靶位点。这说明CRISPR–Cas9脱靶切割率极低，而通过从B细胞特异性启动子表达saCas9减少了其它组织中靶向切割的产生。

       为了更好地表征不同的工程细胞群在体内分布聚集情况，接下来使用编码GFP的供体载体以及3BNC117盒。在分析骨髓和脾脏中的GFP和/或3BNC117表达之前，将受体小鼠免疫两次。结果与预期相符，GFP+、3BNC117+细胞在接受供体和saCas9载体的小鼠脾脏和骨髓中富集。与供体和saCas9载体共注射增加了B细胞表达GFP的比率，特别是脾脏中B细胞表达GFP和3BNC117的比率。值得注意的是，在表达GFP的B细胞中，共注射saCas9 载体导致脾脏和骨髓中的3BNC117+、CD138+浆母细胞显著增加。

       为了进一步提高本方法的安全性，研究者在B细胞特异性启动子CD19的控制下对saCas9进行编码。即用20 μg HIV gp120免疫C57BL/6小鼠，6天后每只小鼠与一个编码saCas9的载体共同注射，由CD19启动子、以及编码bNAb和sgRNA 的第二个载体调控。随后小鼠接受了多达六次额外的免疫接种。在四次免疫接种后，接受治疗的小鼠血液中已含有高达2 μg ml-1的3BNC117中和抗体。第四次免疫后45天，使用 ELISPOT可以在骨髓中检测到相似的3BNC117分泌细胞率。

       为了评估对生物分布和安全性的可能影响，在与donor+sgRNA载体和编码saCas9的第二种载体（该载体在广泛启动子或B细胞特异性CD19启动子的控制下）共同注射后3天，小鼠被实施安乐死，并进行组织分析。在CD19或脾病灶形成病毒 (SFFV) 启动子的调控下，编码saCas9的载体获得了相似的转导率。然而，CD19启动子显著降低了肝脏中saCas9的表达，而不降低外周血单核细胞中的表达。仅当使用CMV或SFFV启动子而不是CD19启动子来驱动saCas9表达时，肝脏或脾脏中的靶向切割率显著高于背景。因此，在B细胞特异性启动子下，在两个AAV之间分离saCas9和sgRNA的编码，并表达saCas9，可以将不想要的切割减少到检测限以下，同时在免疫后呈现高3BNC117滴度。

       对于难以攻克的HIV治疗，这项研究无异于带了点点曙光。通过对B细胞进行工程改造，可以在体内分泌高滴度的广泛中和抗HIV抗体，CRISPR–Cas9脱靶切割几率极低，而且减少了不需要组织中的靶向切割。这是一种安全且有效的方法，未来的应用前景非常广泛，不仅适用于传染病的治疗，还适用于非传染性疾病的治疗，如癌症和自身免疫性疾病。期待未来，B细胞工程化改造能够用于临床，造福千千万万的艾滋病病人。